實驗動物科學(xué):第二節(jié)　動物實驗基本方法

一、動物實驗的常用方法

在醫(yī)學(xué)教學(xué)、科研和醫(yī)學(xué)工作中，不論是從事基礎(chǔ)醫(yī)學(xué)的還是臨床醫(yī)學(xué)、預(yù)防醫(yī)學(xué)，都需要用實驗動物來進(jìn)行各種實驗。通過對動物的實驗的觀察和分析，來研究和解決醫(yī)學(xué)上存在的許多問題，動物實驗方法已成為醫(yī)學(xué)科學(xué)研究和教學(xué)工作中必不可少的重要手段。動物實驗方法是多種多樣的，在醫(yī)學(xué)的各個領(lǐng)域內(nèi)都有其不同的應(yīng)用，其中一些基本方法都是共同性的，如動物的選擇、抓取、固定、麻醉、脫毛、給藥、采血、采尿、急救、處死、尸檢等，不管是從事何種課題的醫(yī)學(xué)研究都要用這套基本方法，因此，動物實驗基本方法，已成為醫(yī)學(xué)科技工作者必須掌握的一項基本功。

動物實驗按機體水平不同的可分為整體實驗和離體實驗兩種，還可進(jìn)一步具體地分為亞細(xì)胞、細(xì)胞、組織、器官，整體動物和無損傷動物等水平的實驗。按動物實驗的時間長短可分為急性實驗（2天以內(nèi))、亞急性實驗（1～4周)和慢性實驗（2～6個月或更長時間甚至整個生命期)。

動物實驗的方法很多，如有生理學(xué)的動物實驗方法；病理生理學(xué)的動物實驗方法；藥理學(xué)的動物實驗方法；病理解剖學(xué)、組織學(xué)的動物實驗方法；微生物學(xué)和免疫學(xué)的動物實驗方法等等。下面舉一些動物實驗的常用方法：

1．復(fù)制動物模型法此法是動物實驗最基本的方法，是采用人工的方法使動物在一定致病因素（機械、化學(xué)、生物和物理)作用下，造成動物的組織，器官或全身的一定損傷，復(fù)制成與人類疾病相似的動物疾病模型，來研究各種疾病的發(fā)生、發(fā)展規(guī)律及防治方法。

2．切開、分離法此法是以活體動物為對象的整體實驗常用方法。習(xí)慣上把在麻醉情況下，制備一些實驗條件（如活體解剖、分離暴露器官、組織或進(jìn)行一些手術(shù)制備等措施)進(jìn)行研究者稱“急性動物實驗”。其優(yōu)點是比較簡便，操作后可以即進(jìn)行觀察，實驗條件相對地較易控制，對要研究的器官，有可能直接觀察。但存在著麻醉、手術(shù)創(chuàng)造及存活時間較短等因素，也會對實驗結(jié)果帶來一定的影響。因此采用此法應(yīng)注意麻醉深度更適中，手術(shù)要輕巧，少出血、減少創(chuàng)傷，并要熟悉手術(shù)部位的神經(jīng)、血管等解剖。

3．切除和注入提取液法常用于研究內(nèi)分泌器官的生理和病理病變，如研究切除某一腺體后看輻射對機體的影響，切除某一腺體后看出現(xiàn)什么癥狀而推論這種腺體的功能；如蝌蚪無甲狀腺素，如注入甲狀腺素，蝌蚪很快變成了蛙。

4．離體組織器官法離體實驗是利用動物的離體組織、器官或生物性致病因子（微生物、寄生蟲等)，置于一定的存活條件下（如溫度、營養(yǎng)成分、氧氣、水、pH等)進(jìn)行觀察的一種實驗方法。如可利用離體腸管觀察藥物對腸管動物、吸收、通透性、血流情況等的影響，并進(jìn)行作用機理的分析；利用離體膽囊來篩選引起膽囊舒縮的藥物；利用大腸桿菌或其它細(xì)菌進(jìn)行藥物敏感性實驗。尋找抑制細(xì)菌生長的藥物，并研究其作用規(guī)律，以便為膽道感染的防治提供線索。動物組織、細(xì)胞的培養(yǎng)也常用此種方法。離體實驗的優(yōu)點是方法比較簡單，一般不需要很復(fù)雜的儀器設(shè)備。實驗條件比較容易控制，牽涉的人力較少，因此常被列為分析性研究的一種手段。不足之處是模擬的存活條件畢竟與整體的實際情況有較大的出入，其結(jié)果也往往與體內(nèi)的變化有一定距離，因此可以作為整體研究的補充和參考。

5．瘺管法用無菌手術(shù)方法給動物造成不同的人造瘺管如胃腸道瘺管、膀胱瘺管、唾液腺瘺管、食道瘺管、膽囊瘺管等。這些瘺管可以收集內(nèi)臟液體，是生理學(xué)消化研究的主要方法。此種方法是慢性動物實驗所常用的方法。慢性動物實驗一般是先在無菌操作下制備好實驗?zāi)Ｐ停ǒ浌芊ㄊ瞧渲幸环N)，待動物恢復(fù)健康后進(jìn)行研究。這類研究方法的優(yōu)點在于被研究的對象，其機體內(nèi)外環(huán)境已處于較自然的相對平衡狀態(tài)，條件比較穩(wěn)定，所得的結(jié)果接近生理情況。但需要事先制備，術(shù)后護(hù)理，等動物恢復(fù)健康后才能從事實驗，花費時間較長，工作量較大，因而在選用上受到一定限制。除了用手術(shù)制備的動物實驗外，運用藥物或食鉺等措施制備病理模型，如誘發(fā)各種實驗性動物疾病模型的方法也可歸為慢性動物實驗。

6．移植法一般是將動物的器官、組織或細(xì)胞進(jìn)行相互移植的一種方法。如骨髓移植時，將小鼠A（供體)的骨髓注入到小鼠B的血液中（受體)，很快可見脾結(jié)節(jié)化（脾造血)。脾結(jié)節(jié)的數(shù)量反應(yīng)了造血干細(xì)胞的多少，由此可以觀察干細(xì)胞的變化。各小鼠之間的骨髓移植叫同種骨髓移植，同一品系小鼠內(nèi)各小鼠之間的骨髓移植叫同系骨髓，小鼠骨髓移植給大鼠則叫異種骨髓移植。動物各種組織、器官的移植也是實驗研究中常用的方法。

7．生物電、活性觀察法對動物體各種生物電用電生理記錄儀進(jìn)行觀察記錄，如心電、肌電、腦電等；對動物組織中各種活動物質(zhì)用生物化學(xué)法測定，如各種酶，激素等。

8．病理解剖學(xué)、組織學(xué)觀察法采用肉眼觀察、光鏡和電鏡檢查，來觀察、分析動物各種疾病時病理組織學(xué)改變�？蓮慕M織學(xué)的角度來探討疾病防治機理，例如通過闌尾組織節(jié)片和肉眼觀察，分析口服中藥、針刺或局部敷藥對有炎癥闌尾的影響，闡明不同證型時闌尾變化的病理學(xué)特點以及某些病人用中西醫(yī)結(jié)合非手術(shù)治療后復(fù)發(fā)的原因。近年來由于電子顯微技術(shù)的進(jìn)展，不僅可以觀察到病變時細(xì)胞內(nèi)細(xì)胞器等亞細(xì)胞結(jié)構(gòu)的變化，而且也可以運用電子掃描方法對動物器官的微小結(jié)構(gòu)進(jìn)行完整的表層觀察。

9．免疫學(xué)觀察法注入抗原使動物致敏，制備各種抗血清，如常選用新西蘭或大白耳家兔制備病原體免疫血清、間接免疫血清、抗補體抗體血清、抗組織免疫血清等。采用免疫熒光技術(shù)、酶標(biāo)記免疫技術(shù)、放射免疫測定技術(shù)、免疫電鏡技術(shù)等對動物免疫后各種免疫變化進(jìn)行檢查。

10．其它方法如聯(lián)體動物法，條件反射法、生物遺傳法、放射生物法、藥物化學(xué)等等。

動物實驗的基本操作技術(shù)方法，根據(jù)實驗順序分述如下：

二、實驗動物的抓取固定方法

正確的抓取固定動物，是為了不損害動物健康，不影響觀察指標(biāo)，并防止被動物咬傷，保證實驗順利進(jìn)行。抓取固定動物的方法依實驗內(nèi)容和動物類而定。抓取固定動物前，必須對各種動物的一般習(xí)性有所了解，抓取固定時既要小心仔細(xì)，不能粗暴，又要大膽敏捷，確實達(dá)到正確抓取固定動物的目的。

（一)小鼠抓取固定方法

小鼠溫順，一般不會咬人，抓取時先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠籠或?qū)嶒炁_向后拉，在其向前爬行時，用左手拇指和食指抓住小鼠的兩耳和頸部皮膚（見圖11-1之一)，將鼠體置于左手心中，把后肢拉直，以無名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（圖11-1之二)。人經(jīng)驗者直接用左手小指鉤起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后頸背部皮膚亦可。這種在手中固定方式，能進(jìn)行實驗動物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他實驗操作。如進(jìn)行解剖、手術(shù)、心臟采血和尾靜脈注射時，則需將小鼠作一定形式的固定，解剖手術(shù)和心臟采血等均可使動物先取背臥位（必要時先行麻醉)，再用大頭針將鼠前后肢依次固定在臘板上。尾靜脈注射時，可用小鼠尾靜脈注射架固定（圖11-2)，先根據(jù)動物大小選擇好合適的固定架，并打開鼠筒蓋，手提鼠尾巴，讓動物頭對準(zhǔn)鼠筒口并送入筒內(nèi)，調(diào)節(jié)鼠筒長短合適后，露出尾巴，固定筒蓋即可進(jìn)行尾靜脈注射或尾靜脈采血等操作。

圖11-1小鼠的抓取固定方法

圖11-2　小鼠尾靜脈注射方法

（二)大鼠的抓取固定方法

大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不過大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用襲擊方式抓取，否則會被咬傷手指，抓取時為避免咬傷，可帶上帆布手套。如果進(jìn)行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃時，同樣可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指緊捏鼠背皮膚，置于左掌心中，這樣右手即可進(jìn)行各種實驗操作。也可伸開左手之虎口，敏捷地從后，一把抓住。若做手術(shù)或解剖等，則需事先麻醉或處死，然后用細(xì)棉線繩活縛腿，背zxtf.net.cn/wszg/臥位綁在大鼠固定板上；尾靜脈注射時的固定同小鼠（只需將固定架改為大鼠固定盒即可)。

（三)蛙類的抓取固定方法

蛙類抓取方法宜用左手將動物背部貼緊手掌固定，以中指、無名指、小指壓住其左腹側(cè)和后肢，拇指和食指分別壓住左、右前肢、右手進(jìn)行操作（圖11-3)。

圖11-3　蛙、蟾蜍抓取固定方法

在抓取是蟾蜍時，注意勿擠壓其兩則耳部突起之毒腺，以免毒液射進(jìn)眼中。

實驗如需長時間觀察，可破壞其腦脊髓（觀察神經(jīng)系統(tǒng)反應(yīng)時不應(yīng)破壞腦脊髓)或麻醉后用大頭針固定在蛙板上。依實驗需要采取俯臥位或仰臥位固定。

（四)豚鼠的抓取固定方法

豚鼠較為膽小易驚，不宜強烈刺激和受驚，所以在抓取時，必須穩(wěn)、準(zhǔn)和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指環(huán)握頸部，另一只手托住臀部（圖11-4)。固定的方式基本同大鼠。

圖11－4　豚鼠的抓取固定方法

（五)兔的抓取固定方法

1．抓取：實驗家兔多數(shù)飼養(yǎng)在籠內(nèi)，所以抓取較為方便，一般以右手抓住兔頸部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，讓其體重重量的大部分集中在左手上（圖11-5)，這樣就避免了抓取過程中的動物損傷。不能采用抓雙耳或抓提腹部。

2．固定：一般將家兔的固定分為盒式、臺式和馬蹄形三種。盒式固定（圖11-6)，適用于兔耳采血、耳血管注射等情況；若做血壓測量、呼吸等實驗和手術(shù)時，則需將兔固定在兔臺上（圖11-7)，四肢用粗棉繩活結(jié)綁住，拉直四肢，將繩綁在兔臺四周的固定木塊上，頭以固定夾固定或用一根粗棉繩挑過兔門齒綁在兔臺鐵柱上；馬蹄形固定（圖11-8)多用于腰背部，尤其是顱腦部位的實驗，固定時先剪去兩側(cè)眼眶下部的毛皮，暴露顴骨突起，調(diào)節(jié)固定器兩端釘形金屬棒。使其正好嵌在突起下方的凹處，然后在適當(dāng)?shù)母叨裙潭ń饘匍�。用馬蹄形固定器可使兔取用背臥位和腹臥位，所以是研究中常采用的固定方法。

圖11-5　家兔抓取方法

1、2、3均為不正確的抓取方法（1．可損傷兩腎，2．可造成皮下出血，3．可傷兩耳)，4、5為正確的抓取方法。頸后部的皮厚可以抓，并用手托兔體。

圖11-6　家兔盒式固定法

圖11-7　家兔臺式固定法

（六)狗的抓取固定方法

未經(jīng)訓(xùn)練用于急性實驗的狗性兇惡，能咬人，因此進(jìn)行實驗時第一個步驟就是要綁住狗嘴。馴服的狗綁嘴時可從側(cè)面靠近輕輕撫摸其頸背部皮毛，然后迅速用布帶縛住其嘴。方法是用布帶迅速兜住狗的下頜，繞到上頜打一個結(jié)，再繞回下頜下打第二結(jié)，然后將布帶引至頭后頸項部打第三個結(jié)，并多系一個活結(jié)（以備麻醉后解脫)。注意捆綁松緊度要適宜（圖11-9)，倘若此舉不成，應(yīng)用狗頭鉗夾住其頸部，將狗按倒在地，再綁其嘴。如實驗需要靜脈麻醉時，可先使動物麻醉后再移去狗頭鉗，解去綁嘴帶，把動物放在實驗臺上，然后先固定頭部，再固定四肢。

圖11-8家兔馬蹄形固定

圖11－9　狗嘴捆綁法

1．頭部固定：固定狗頭需用一特制的狗頭固定器，狗頭固定器為一圓鐵圈，圈的中央有一弓形鐵，與棒螺絲相連，下面有一根平直鐵閂。操作時先將狗舌拉出，把狗嘴插入固定器的鐵圈內(nèi)，再用平直鐵閂橫貫于犬齒后部的上下頜之間，然后向下旋轉(zhuǎn)棒螺絲，使弓形鐵逐漸下壓在動物的下頜骨上，把鐵柄固定在實驗臺的鐵柱上即可。

2.四肢固定：如采取仰臥位，四肢固定方法與家兔相同。

三、實驗動物編號標(biāo)記方法

動物在實驗前常常需要作適當(dāng)?shù)姆纸M，那么就要將其標(biāo)記使各組加以區(qū)別。標(biāo)記的方法很多，良好的標(biāo)記方法應(yīng)滿足標(biāo)號清晰、耐久、簡便、適用的要求。

常用的標(biāo)記法有染色、耳緣剪孔、烙印、號牌等方法。

（一)顏料涂染

這種標(biāo)記方法在實驗室最常使用，也很方便。使用的顏料一般有3-5%苦味酸溶（黃)，2%硝酸銀（咖啡色)溶液和0.5%中性品紅（紅色)等。標(biāo)記時用毛筆或棉簽蘸取上述溶液，在動物體的不同部位涂上斑點，以示不同號碼。編號的原則是：先左后右，從上到下。一般把涂在左前腿上的計為1號，左側(cè)腹部計為2號，左后腿為3號，頭頂部計為4號，腰背部為5號，尾基部為6號，右前腿為7號，右側(cè)腰部為8號，右后腿計為9號。若動物編號超過10或更大數(shù)字時，可使用上述兩種不同顏色的溶液，即把一種顏色作為個倍數(shù)，另一種顏色作為十位數(shù)，這種交互使用可編到99號，假使把紅的記為十位數(shù)，黃色記為個位數(shù)，那么右后腿黃斑，頭頂紅斑，則表示是49號鼠（圖11-10)，其余類推。

圖11-10顏色被毛涂擦標(biāo)記法

（二)烙印法

用刺數(shù)鉗在動物耳上刺上號碼，然后用棉簽蘸著溶在酒精中的黑墨在刺號上加以涂抹，烙印前最好對烙印部位預(yù)先用酒精消毒。

（三)號牌法

用金屬制的牌號固定于實驗動物的耳上，大動物可系于頸上。

對猴、狗、貓等大動物有時可不做特別標(biāo)記，只記錄它們的外表和毛色即可。

四、實驗動物的隨機分組方法

動物實驗時，常常需要將選擇好的實驗動物，按研究需要分成若干個組，分組時為了避免人為的因素影響常應(yīng)用隨機數(shù)字表進(jìn)行完全隨機化的分組。

1．將實驗單位隨機分成兩組　設(shè)有小鼠14號，試用隨機數(shù)字表將其分成兩組。先將小鼠依次編為1、2、3……14號，然后任意從隨機數(shù)字表的某一行某一數(shù)字開始抄錄14個數(shù)，編排如下：

現(xiàn)令單數(shù)代表A組，雙數(shù)代表B組，結(jié)果列入A組的動物有8只，列入B組的動物有6只。如要使兩組相等，須將A組減少一只，劃入B組。應(yīng)把哪一只小鼠劃入B組，仍可用隨機數(shù)字表，在上述抄錄的14個數(shù)后面再抄錄一個數(shù)字為78，此數(shù)以8除之，因為歸入A組的小鼠有8只，故以8除，得余數(shù)6。于是把第6個A（即編寫為第12號的小鼠)劃給B組。經(jīng)過這樣調(diào)整，兩組小鼠的分配如下。

2．將實驗單位隨機分成三組　設(shè)有動物15只，隨機等分成A、B、C三組。將動物編號后，按上述方法，從隨機數(shù)字表抄錄15個數(shù)字，將各數(shù)一律以3除之，并以余數(shù)1、2、3代表A、B、C，結(jié)果歸入A組的動物6只，歸入B組的動物4只，歸入C組的動物5只，即：

要使三組的動物數(shù)相等，須把原歸A組的6只動物中的1只改配到B組去�？梢噪S機數(shù)字表繼續(xù)按斜角線抄錄一個數(shù)字，得60，以6除之，除盡（相當(dāng)于余數(shù)為6)，就可以把第六個A（即12號)動物改為B組。調(diào)整后各組的動物編號如下：

五、實驗動物被毛的去除方法

動物的被毛常能影響實驗操作和結(jié)果的觀察，因此實驗中常需去除或剪短動物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脫毛三種。

剪毛：固定動物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛時需注意以下幾點：

⑴把剪刀貼緊皮膚剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮膚；

⑵依次剪毛，不要亂剪；

⑶剪下的毛集中放在一個容器內(nèi)，勿遺留在手術(shù)野和兔臺周圍，以保證手術(shù)野的清潔和防止注射器等夾毛。

拔毛：兔耳緣靜脈注射或取血時以及給大、小白鼠作尾靜脈注射時，需用拇指、食指將局部被毛拔去，以利操作。

脫毛：脫毛系指用化學(xué)藥品脫去動物的被毛，適用于無菌手術(shù)野的準(zhǔn)備以及觀察動物局部皮膚血液循環(huán)和病理變化。

常用脫毛劑的配方：

⑴硫化鈉3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水適量調(diào)成糊狀。

⑵硫化鈉8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml。

⑶硫化鈉8g，溶于100ml水中。

以上脫毛劑配方適用于家兔、大白鼠、小白鼠等小動物的脫毛。

⑷硫化鈉10g、生石灰15g，溶于100ml水內(nèi)，此配方適用于狗等大動物的脫毛。

使用以上各種脫毛劑，都應(yīng)事先剪短被毛，以節(jié)省脫毛劑，并減少對皮膚的刺激反應(yīng)，應(yīng)用時用棉球蘸脫毛劑，在所需局部涂一薄層，2-3分鐘后，用溫水洗去脫落的被毛，以紗布擦干局部，涂一層油脂即可。

六、實驗動物給藥途徑和方法

在動物實驗中，為了觀察藥物對機能功能、代謝及形態(tài)引起的變化，常需將藥物注入動物體內(nèi)。給藥的途徑和方法是多種多樣的，可根據(jù)實驗?zāi)康摹�實驗動物種類和藥物劑型等情況確定。

（一)皮下注射

注射時以左手拇指和食指提起皮膚，將連有5（1/2)號針頭的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、貓多在大腿外側(cè)，豚鼠在后大腿的內(nèi)側(cè)或小腹部；大白鼠可在側(cè)下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。

（二)皮內(nèi)注射

皮內(nèi)注射時需將注射的局部脫去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮膚并使之繃緊，在兩指之間，用結(jié)核菌素注射器連4(1/2)細(xì)針頭，緊貼皮膚表層刺入皮內(nèi)，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射藥液，此時可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘。

（三)肌肉注射

肌肉注射應(yīng)選肌肉發(fā)達(dá)，無大血管通過的部位，一般多選臀部。注射時垂直迅速刺入肌肉，回抽針?biāo)ㄈ鐭o回血，即可進(jìn)行注射。給小白鼠、大白鼠等小動物作肌肉注射時，用左手抓住鼠兩耳和頭部皮膚，右手取連有5（1/2)針頭的注射器，將針頭刺入大腿外側(cè)肌肉，將藥液注入。

（四)腹腔注射

用大、小白鼠做實驗時，以左手抓住動物，使腹部向上，右手將注射針頭于左（或右)下腹部刺入皮下，使針頭向前推　0.5～1.0cm，再以45度角穿過腹肌，固定針頭，緩緩注入藥液（圖11-11)，為避免傷及內(nèi)臟，可使動物處于頭低位，使內(nèi)臟移向上腹。若實驗動物為家兔，進(jìn)針部位為下腹部的腹白線離開1cm處。

圖11-11　小鼠腹腔注射方法

（五)靜脈注射

1．兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央為動物，耳外緣為靜脈。內(nèi)緣靜脈深不易固定，故不用。外緣靜脈表淺易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指彈動或輕揉兔耳，使靜脈充盈，左手食指和中指夾住靜脈的近端，拇指繃緊靜脈的遠(yuǎn)端，無名指及小指墊在下面，右手持注射器連6號針頭盡量從靜脈的遠(yuǎn)端刺入，移動拇指于針頭上以固定針頭，放開食指和中指，將藥液注入（圖11-12)，然后拔出針頭，用手壓迫針眼片刻。

圖11-12　家兔耳緣靜脈注射方法

2．小白鼠和大白鼠：一般采用尾靜脈注射，鼠尾靜脈有三根，左右兩側(cè)及背側(cè)各一根，左右兩側(cè)尾靜脈比較容易固定，多采用，背側(cè)一根也可采用，但位置容易固定。操作時先將動物固定在鼠筒內(nèi)或扣在燒杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的溫水浸潤半分鐘或用酒精擦拭使血管擴(kuò)張，并可使表皮角質(zhì)軟化，以左手拇指和食指捏住鼠尾兩側(cè)，使靜脈充盈，用中指從下面托起尾巴，以無名指和小指夾住尾巴的末梢，右手持注射器連4(1/2)號細(xì)針頭，使針頭與靜脈平行（小于30℃)，從尾下四分之一處（約距尾尖2-3厘米)處進(jìn)針，此處皮薄易于刺入，先緩注少量藥液，如無阻力，表示針頭已進(jìn)入靜脈，可繼續(xù)注入。注射完畢后把尾部向注射側(cè)彎曲以止血。如需反復(fù)注射，應(yīng)盡可能從末端開始，以后向尾根部方向移動注射（圖11-13)。

圖11-13　小鼠尾靜脈注射方法

3．狗：狗靜脈注射多選前肢內(nèi)側(cè)皮下頭靜脈（圖11-14)或后肢小隱靜脈（圖11-15)注射。注射前由助手將動物側(cè)臥，剪去注射部位的被毛，用膠皮帶扎緊（或用手抓緊)靜脈近端，使血管充盈，從靜脈的遠(yuǎn)端將注射針頭平行刺入血管，待有回血后，松開綁帶（或兩手)，緩緩注入藥液。

圖11-14　狗前肢頭靜脈注射

圖11-15　狗后肢小隱靜脈注射

4．蛙（或蟾蜍)：將蛙或蟾蜍腦脊髓破壞后，仰臥固定于蛙板上，沿腹中線稍左剪開腹肌，可見到腹靜脈貼著腹壁肌肉下行，將注射針頭沿血管平行方向刺入即可（圖11-16)。

圖11-16　蛙腹壁靜靜注射

幾種常用的動物不同給藥途徑的注射量可參考表11-1。

表11-1　幾種動物不同給藥途徑的常用注射量（毫升)

（六)淋巴囊注射

蛙類常采用此法，因其皮下有數(shù)個淋巴囊，注入藥物甚易吸收。腹部淋巴囊和頭背淋巴囊常作為蛙類給藥途徑。一般多選用腹部淋巴囊給藥。注射時將針頭從蛙大腿上端刺入，經(jīng)大腿肌層入腹壁肌層，再進(jìn)入腹壁皮下，即進(jìn)入淋巴囊，然后注入藥液。有時也可采用胸淋巴囊給藥。方法是將針頭刺入口腔，使穿過下頜肌層入胸淋巴囊內(nèi)注入藥液，一次最大注射量為1毫升。蛙全身分布為咽、胸、背、腹側(cè)、腹、大腿和腳等七個淋巴囊（圖11-17)。

圖11-17　蛙全身淋巴囊分布

（七)經(jīng)口給藥

在急性試驗中，經(jīng)口給藥多用灌胃法，此法劑量準(zhǔn)確，適用于小白鼠、大白鼠、家兔等動物。

1．小鼠、大鼠（或豚鼠)用輸血針頭或小號腰穿針頭，將其尖端斜面磨劑，用焊錫在針尖周圍焊一圓頭，注意勿堵塞針孔，即成灌胃針；亦可用燒成圓頭的硬質(zhì)玻璃毛細(xì)管或特制的塑料毛細(xì)秋，作為導(dǎo)管。灌胃時將針按在注射器上，吸入藥液。左手抓住鼠背部及頸部皮膚將動物固定，右手持注射器，將灌胃針插入動物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。動物應(yīng)固定成垂直體位，針插入時應(yīng)無阻力。若感到阻力或動物掙扎時，應(yīng)立即停止進(jìn)針或?qū)⑨槹纬觯�以兔損傷或穿破食道以及誤入氣管。

一般當(dāng)灌胃針插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可將藥物注入。常用的灌胃量小鼠為0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠為1-5ml。

2．狗、兔、貓、猴　灌胃時，先將動物固定，再將特制的擴(kuò)口器放入動物口中，擴(kuò)口器之寬度可視動物口腔大小而定，如狗的擴(kuò)口器可用木料制成長方形，長約10-15cm，粗細(xì)應(yīng)適合狗嘴，約2-3cm，中間粘一小孔，孔的直途為5-10cm。灌胃時將擴(kuò)口器放于上述動物上下門牙之后，并用繩將它固定于嘴部，將帶有彈性的橡皮導(dǎo)管（如導(dǎo)尿管)，經(jīng)擴(kuò)口器上的小圓孔插入，沿咽后壁而進(jìn)入食道，此時應(yīng)檢查導(dǎo)管是否正確插入食道，可將導(dǎo)管外口置于一盛水的燒杯中，如不發(fā)生氣泡，即認(rèn)為此導(dǎo)管是在食道中，未誤入氣管，即可將藥液灌入。

圖11-18　狗灌胃方法

經(jīng)我們大量實驗，給狗、兔等動物灌胃時，可不用擴(kuò)口器也能順利將藥液灌入胃內(nèi)，狗灌胃時，用12號灌胃管，左手抓住狗嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一對臼齒后的天然空隙，胃管由此空隙順食管方向不斷插入約20cm，可達(dá)胃內(nèi)，將胃管另一端插入水中，如不出氣泡，表示確已進(jìn)入胃，而沒誤入氣管內(nèi)，即可灌入。兔灌胃時，將兔固定在木制固定盒內(nèi)左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14號細(xì)導(dǎo)尿管，由右側(cè)唇裂避開門齒，將導(dǎo)管慢慢插入，如插管順利，動物不掙扎，插入約15cm時，即表示插入胃內(nèi)，將藥液注入。

各種動物一次灌胃能耐受的最大容積小鼠為0.5-1.0ml，大鼠4-7ml，豚鼠為4-7ml，家兔為80-150ml，狗為200-500ml。

（八)其它途徑給藥

1．呼吸道給藥　呈粉塵、氣體及蒸氣或霧等癥狀存在藥物或毒氣，均需要通過動物呼吸道給藥。如一般實驗時給動物乙醚作吸入麻醉，給動物吸一定量的氨氣、二氧化碳等觀察呼吸、循環(huán)等變化；給動物定期吸入一定量的SO₂。鋸末煙霧等可造成慢性氣管炎動物模型等；特別在毒物學(xué)實驗中應(yīng)用更為廣泛。

2．皮膚給藥　為了鑒定藥物或毒物經(jīng)皮膚的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用經(jīng)皮膚給藥方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面積的皮膚脫毛后，將一定藥液涂在皮膚上，藥液經(jīng)皮膚吸收。

3．脊髓腔內(nèi)給藥　此法主要用于椎管麻醉或抽取腦脊液。

家兔椎管內(nèi)注射方法：將家兔作自然俯臥式，盡量使其尾向腹側(cè)屈曲，用粗剪將第七腰椎周圍背毛剪去，用3%碘酊消毒，干后再用79%酒精將碘酒擦去。在兔背部髕骨脊連線之中點稍下方摸動第七腰椎間隙（第七腰椎與第一骶骨椎之間)，插入腰椎穿刺針頭。當(dāng)針到達(dá)椎管內(nèi)時（珠網(wǎng)膜下腔)，可見到兔的后肢跳動，即證明穿刺針頭已進(jìn)入椎管。這時不要再向下刺，以兔損傷脊髓。固定好針頭，即可將藥物注入。

4．小腦延髓池給藥　此種給藥都是在動物麻醉情況下進(jìn)行的。而且常采用大動物如狗等，小動物很少采用。將狗麻醉后，使狗頭盡量向胸部屈曲，用左手摸到其第一頸椎上方的凹陷（枕骨大孔)，固定位置，右手取7號鈍針頭（將針頭尖端麻鈍)，由此凹陷的正中線上，順平行狗的方向，小心地刺入小腦延髓池。當(dāng)針頭正確刺入小腦延髓池時，注射者會感到針頭再向前穿時無阻力，同時可以聽到很輕的“咔嚓”一聲，即表示針頭已穿過硬腦膜進(jìn)入小腦延髓池，而且可抽出清亮的腦脊液，注射藥物前，先抽出一些腦脊液，抽取量根據(jù)實驗需要注入多少藥液決定，即注入多少抽取多少，以保持原來腦脊髓腔里的壓力（圖11-19)。

圖11-19　狗小腦延髓池給藥

5．腦內(nèi)給藥　此法常用于微生物學(xué)動物實驗，將病原體等接種于被檢動物腦內(nèi)，然后觀察接種后的各種變化。小鼠腦內(nèi)給藥時，選套有塑料管、針尖露出2mm深的5(1/2)針頭，由鼠正中額部刺入腦內(nèi)，注入藥物或接種物。給豚鼠、兔、狗等進(jìn)行腦內(nèi)注射時，須先用穿顱鋼針穿透顱骨，再用注射器針頭刺入腦部，再徐徐注入被檢物。注射速度一定要慢，避免引起顱內(nèi)壓急驟升高。

6．直腸內(nèi)給藥　此種給藥方法常用于動物麻醉。家兔直腸內(nèi)給藥時，取灌腸用的膠皮管或用14號導(dǎo)尿管代替。在膠皮管或?qū)�尿管頭上涂上凡士林，由助手使兔蹲臥于桌上，以左臂及左腋輕輕按住兔頭及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛門，并用右手輕握后肢，實驗者將橡皮管插入家兔肛門內(nèi)，濃度約7～9cm，如為雌性動物，注意勿誤插入陰道（肛門緊接尾根)。橡皮管插好后，將注射器與橡皮管套緊，即可灌注藥液。

7．關(guān)節(jié)腔內(nèi)給藥　此種方法常用于關(guān)節(jié)炎的動物模型復(fù)制。兔給藥時，將兔仰臥固定于兔固定臺上，剪去關(guān)節(jié)部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手從下方和兩旁將關(guān)節(jié)固定，把皮膚稍移向一側(cè)，在臏韌帶附著點處上方約0.5厘米處進(jìn)針。針頭從上前方向下后方傾斜刺進(jìn)，直至針頭遇阻力變小，然后針頭稍后退，以垂直方向推到關(guān)節(jié)腔中。針頭進(jìn)入關(guān)節(jié)腔時，通�？捎泻孟蟠唐票∧さ母杏X，表示針頭已進(jìn)入膝關(guān)節(jié)腔內(nèi)，即可注入藥液。動物最大給藥量可參考表11-2。

表11-2　常用實驗動物的最大給藥量和使用針頭規(guī)格

七、實驗動物用藥量的確定及計算方法

（一)動物給藥量的確定

在觀察一個藥物的作用時，應(yīng)該給動物多在的劑量是實驗開始時應(yīng)確定的一個重要問題。劑量太小，作用不明顯，劑量太大，又可能引起動物中毒致死，可以按下述方法確定劑量：

1．先用小鼠粗略地探索中毒劑量或致死劑量，然后用小于中毒量的劑量，或取致死量的若干分之一為應(yīng)用劑量，一般可取1/10-1/5。

2．植物藥粗制劑的劑量多按生藥折算。

3．化學(xué)藥品可參考化學(xué)結(jié)構(gòu)相似的已知藥物，特別是化學(xué)結(jié)構(gòu)和作用都相似的藥物的劑量。

4．確定劑量后，如第一次實驗的作用不明顯，動物也沒有中毒的表現(xiàn)（體重下降、精神不振、活動減少或其他癥狀)，可以加大劑量再次實驗。如出現(xiàn)中毒現(xiàn)象，作用也明顯，則應(yīng)降低劑量再次實驗。在一般情況下，在適宜的劑量范圍內(nèi)，藥物的作用常隨劑量的加大而增強。所以有條件時，最好同時用幾個劑量作實驗，以便迅速獲得關(guān)于藥物作用的較完整的資料。如實驗結(jié)果出現(xiàn)劑量與作用強度之間毫無規(guī)律時，則更應(yīng)慎重分析。

5．用大動物進(jìn)行實驗時，開始的劑量可采用給鼠類劑量的十五分之一～二分之一，以后可根據(jù)動物的反應(yīng)調(diào)整劑量。

6．確定動物給藥劑量時，要考慮給藥動物的年齡大小和體質(zhì)強弱。一般說確定的給藥劑量是指成年動物的，如是幼小動物，劑量應(yīng)減少。如以狗為例：6個月以上的狗給藥量為1份時，3-6個月的給1/2份，45-89日1/4份，20-44日的給1/8份，10-19日的給1/16份。

7．確定動物給藥劑量時，要考慮因給藥途徑不同，所用劑量也不同，以口服量為100時，灌腸量應(yīng)為100-200，皮下注射量30-50，肌肉注射量為25-30，靜脈注射量為25。

（二)實驗動物用藥量的計算方法

動物實驗所用的藥物劑量，一般按mg/kg體重或g/kg體重計算，應(yīng)用時須從已知藥液的濃度換算出相當(dāng)于每kg體重應(yīng)注射的藥液量（ml數(shù))，以便給藥。

例1：計算給體重1.8kg的家兔，靜脈注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg體重1g的劑量注射，應(yīng)注射多少ml？

計算方法：兔每kg體重需注射1g，注射液為20％，則氨基甲酸乙酯溶液的注射量應(yīng)為5ml/kg體重，現(xiàn)在兔體重為1.8kg，應(yīng)注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=5×1.8=9ml。

例2：計算給體重23g的小白鼠，注射鹽酸嗎啡15mg/kg重，溶液濃度為0.1%，應(yīng)注射多少ml？

計算方法：小白鼠每kg體重需嗎啡的量為15mg，則0.1%鹽酸嗎啡溶液的注射量應(yīng)為15ml/kg體重，現(xiàn)小白鼠體重為23g，應(yīng)注射0.1%鹽酸嗎啡溶液的用量=15×0.023=0.345ml。

（三)人與動物及各類動物間藥物劑量的換算方法

1．人與動物用藥量換算　人與動物對同一藥物的耐受性是相差很大的。一般說來，動物的耐受性要比人大，也就是單位體重的用藥理動物比人要大。人的各種藥物的用量在很多書上可以查得，但動物用藥量可查的書較少，而且動物用的藥物種類遠(yuǎn)不如人用的那么多。因此，必須將人的用藥量換算成動物的用藥量。一般可按下列比例換算：人用藥量為1，小白鼠、大白鼠為25-50，兔、豚鼠為15-20，狗、貓為5-10。

此外，可以采用人與動物的體表面積計算法來換算：

（1)人體體表面積計算法　計算我國人的體表面積，一般認(rèn)為許文生氏公式（中國生理學(xué)雜志12:327,1937)尚較適用，即：

體表面積（m2)=0.0061×身高（cm)+0.0128×體重(kg)-0.1529

例：某人身高168cm，體重55kg，試計算其體表面積。

解：0.061×168+0.0128×55.0.1529=1.576m2

（2)動物的體表面積計算法　有許多種，在需要由體重推算體表面積時，一般認(rèn)為Meeh-Rubner氏公式尚較適用，即：

式中的K為一常數(shù)，隨動物種類而不同：小白鼠和大白鼠9.1、豚鼠9.8、家兔10.1、貓9.8、狗11.2、猴11.8、人10.6(上列K值各家報導(dǎo)略有出入)。應(yīng)當(dāng)指出，這樣計算出來的表面積還是一種粗略的估計值，不一定完全符合于每個動物的實測數(shù)值。

例：試計算體重1.50kg家兔的體表面積。

2．人及不同種類動物之間藥物劑量的換算

（1)直接計算法　即按：

例：某利尿藥大白鼠灌給藥時的劑量為250mg/kg，試粗略估計狗灌胃給藥時可以試用的劑量。

解：實驗用大白鼠的體重一般在200g左右，其體表面積（A)為：

250mg/kg的劑量如改以mg/m²表示，即為：

實驗用狗的體重一般在10kg左右，其體表面積（A)為：

（2)按mg/kg折算mg/m2轉(zhuǎn)換因子計算

例：同上

解：按

計算出狗的適當(dāng)試用劑量。mg/kg的相應(yīng)轉(zhuǎn)移因子可由表11-3查得。（即為按mg/m2計算的劑量)。

（3)按每kg體重占有體重表面積相對比值計算

各種動物的“每kg體重占有體表面積相對比值（簡稱體表面積比例比值)”見表11-3。

（4)按人和動物間按體表面積折算的等效劑量比值表計算

見表11-4，12kg狗的體表面積為200g大白鼠的17.8倍。該藥大白鼠的劑量為250mg/kg，200g的大白鼠需給藥250×0.2=50mg。

于是

（狗的適當(dāng)試用劑量)。

表11-3　進(jìn)行不同種類動物間劑量換算時的常用數(shù)據(jù)

表11-4　人和動物間按體表面積折算的等效劑量比值表

(5)按人與各種動物以及各種動物之間用藥劑量換算

已知A種動物每kg體重用藥量，欲估算B種動物每kg體重用藥劑量時，可先查第422頁表11-5，找出折算系數(shù)（W)，再按下式計算：

B種動物的劑量(mg/kg)=W×A種動物的劑量(mg/kg)

例如，已知某藥對小鼠的最大耐受量為20mg/kg（20g小鼠用0.4mg)，需折算為家兔量。查A種動物為小鼠，B種動物為兔，交叉點為折算系數(shù)W=0.37，故家兔用藥量為0.37×20mg/kg=7.4mg/kg，1.5kg家兔用藥量為11.1mg。

表11-5　動物與人體的每公斤體重劑量折算系數(shù)表

八、實驗動物的麻醉

在一些動物實驗，特別是手術(shù)等實驗，為減少動物的掙扎和保持其安靜，并便于操作，常對動物采用必要的麻醉。由于動物種屬間的差異等情況，所采用的麻醉方法和選用的麻醉劑亦有不同。

(一)常用的麻醉劑

動物實驗中常用的麻醉劑分為三類，即揮發(fā)性麻醉劑、非揮發(fā)性麻醉劑和中藥麻醉劑。

1．揮發(fā)性麻醉劑　這類麻藥包括乙醚、氯仿等。乙醚吸入麻醉適用于各種動物，其麻醉量和致死量差距大，所發(fā)安全度亦大，動物麻醉深度容易掌握，而且麻后蘇醒較快。其缺點是對局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液體分泌增多，再通過神經(jīng)反射可影響呼吸、血壓和心跳活動，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醚時必需有人照看，以防麻醉過深而出現(xiàn)上情況。

2．非揮發(fā)性麻醉劑　這類麻醉劑種類較多，包括苯巴比妥鈉、戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉等巴比妥類的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯醛。這些麻醉劑使用方便，一次給藥可維持較長的麻醉時間，麻醉過程較平衡，動物無明顯掙扎現(xiàn)象。但缺點是蘇醒較慢。

3．中藥麻醉劑　動物實驗時有時也用到象洋金花和氫溴酸東莨菪堿等中藥麻醉劑，但由于其作用不夠穩(wěn)定，而且常需加佐劑麻醉效果才能理想，故在使用過程中不能得到普及，因而，多數(shù)實驗室不選用這類麻醉劑進(jìn)行麻醉。

（二)動物的麻醉方法

1．全身麻醉

（1)吸入法　用一塊圓玻璃板和一個鐘罩或一個密閉的玻璃箱作為揮發(fā)性麻醉劑的容器，多選用乙醚作麻藥。麻醉時用幾個棉球，將乙醚倒可其中，迅速轉(zhuǎn)入鐘罩或箱內(nèi)，讓其揮發(fā)，然后把待麻醉動物投入，約隔4-6分鐘即可麻醉，麻醉后應(yīng)立即取出，并準(zhǔn)備一個蘸有乙醚的棉球小燒杯，在動物麻醚變淺時給套在鼻上使其補吸麻藥。本法最適于大、小鼠的短期操作性實驗的麻醉，當(dāng)然也可用于較大的動物只是要求有麻醉口罩或較大的玻璃箱罷了。由于乙醚燃點很低，遇火極易燃燒，所以在使用時，一定要遠(yuǎn)離炎源。

（2)腹腔和靜脈給藥麻醉法

非揮發(fā)性和中藥麻醉劑均可用作腹腔和靜脈注射麻醉，操作簡便，是實驗室最常采用的方法之一。腹腔給藥麻醉多用于大小鼠和豚鼠，較大的動物如兔、狗等則多用靜脈給藥進(jìn)行麻醉。由于各麻醉劑的作用長短以及毒性的差別。所以在腹腔和靜脈麻醉時，一定控制藥物的濃度和注射量（見表11-6)。

表11-6　常用麻醉劑的用法及劑量

2．局部麻醉

⑴貓的局部麻醉一般應(yīng)用0.5-1.0%鹽酸普魯卡因注射。粘膜表面麻醉宜用2%鹽酸可卡因。

⑵兔在眼球手術(shù)時，可于結(jié)膜囊滴入0.02%鹽酸可卡因溶液，數(shù)秒鐘即可出現(xiàn)麻醉。

⑶狗的局部麻醉用0.5-1%鹽酸普魯卡因注射。眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%鹽酸可卡因。

3．麻醉注意事項

⑴靜脈注射必須緩慢，同時觀察肌肉緊張性、角膜反射和對皮膚夾捏的反應(yīng)，當(dāng)這些活動明顯減弱或消失時，立即停止注射。配制的藥液濃度要適中，不可過高，以兔麻醉過急；但也不能過低，以減少注入溶液的體積。

⑵麻醉時需注意保溫。麻醉期間，動物的體溫調(diào)節(jié)機能往往受到抑制，出現(xiàn)體溫下降，可影響實驗的準(zhǔn)確性。此時常需采取保溫措施。保溫的方法有，實驗桌內(nèi)裝燈，電褥，臺燈照射等。無論用哪種方法加溫都應(yīng)根據(jù)動物的肛門體溫而定。常用實驗動物正常體溫：貓為38.6℃±1.0℃，兔為38.4℃±1.0℃，大鼠為39.3℃±0.5℃。

⑶作慢性實驗時，在寒冷冬季，麻醉劑在注射前應(yīng)加熱至動物體溫水平。

九、實驗動物采血方法

實驗研究中，經(jīng)常要采集實驗動物的血液進(jìn)行常規(guī)檢查或某些生物化學(xué)分析，故必須掌握血液的正確采集、分離和保存的操作技術(shù)。

采血方法的選擇，主要決定于實驗的目的所需血量以及動物種類。凡用血量較少的檢驗如紅、白細(xì)胞計數(shù)、血紅蛋白的測定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破組織取毛細(xì)血管的血。當(dāng)需血量較多時可作靜脈采血。靜脈采血時，若需反復(fù)多次，應(yīng)自遠(yuǎn)離心臟端開始，以免發(fā)生栓塞而影響整條靜脈。例如，研究毒物對肺功能的影響、血液酸堿平衡、水鹽代謝紊亂，需要比較動、動脈血氧分壓、二氧化碳分壓和血液pH值以及K⁺、Na⁺、CI^-離子濃度，必須采取動脈血液。

采血時要注意：⑴采血場所有充足的光線；室溫夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃為宜；⑵采血用具有采用部位一般需要進(jìn)行消毒；⑶采血用的注射器和試管必須保持清潔干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或試管內(nèi)需預(yù)先加入抗凝劑�，F(xiàn)將采用血方法按動物和部位分別加以介紹。

不同動物采血部位與采血量的關(guān)系可參考表11-7。

表11-7　不同動物采血部位與采血量的關(guān)系

常用實驗動物的最大安全采血量與最小的致死采用血量，見表11-8。
表11-8　常用實驗動物的最大安全采血量與最小致死采血量

(一)小鼠、大鼠采血法

1.割(剪)尾采血

當(dāng)所需血量很少時采用本法。固定動物并露出鼠尾。將尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的溫水中數(shù)分鐘，使尾部血管充盈。再將尾擦干，用銳器（刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，讓血液自由滴入盛器或用血紅蛋白吸管吸取，采血結(jié)束，傷口消毒并壓迫止血。也可在尾部作一橫切口，割破尾動脈或靜脈，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。

2.鼠尾刺血法

大鼠用血量不多時（僅做白細(xì)胞計數(shù)或血紅蛋白檢查)，可采用本法。先將鼠尾用溫水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7號或8號注射針頭，刺入鼠尾靜脈，拔出針頭時即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果長期反復(fù)取血，應(yīng)先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。

3.眼眶靜脈叢采血　采血者的左手拇食兩指從背部較緊地握住小鼠或大鼠的頸部（大鼠采血需帶上紗手套)，應(yīng)防止動物窒息。當(dāng)取血時左手拇指及食指輕輕壓迫動物的頸部兩側(cè)，使眶后靜脈叢充血。右手持續(xù)接7號針頭的1ml注射器或長頸（3～4cm)硬質(zhì)玻璃滴管（毛細(xì)管內(nèi)徑0.5-1.0mm)，使采血器與鼠面成45℃的夾角，由眼內(nèi)角刺入，針頭斜面先向眼球，刺入后再轉(zhuǎn)180度使斜面對著眼眶后界。刺入濃度，小鼠約2～3mm，大鼠約4～5mm。當(dāng)感到有阻力時即停止推進(jìn)，同時，將針退出約0.1-0.5mm，邊退邊抽。若穿刺適當(dāng)血液能自然流入毛細(xì)管中，當(dāng)?shù)玫剿�需的血量后，即除去加于頸部的壓力，同時，將采血器拔出，以防止術(shù)后穿刺孔出血。

若技術(shù)熟練，用本法短期內(nèi)可重復(fù)采血均無多大困難。左右兩眼輪換更好。體重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；體重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可適用于某些生物化學(xué)項目的檢驗。

4.斷頭取血

采血者的左手拇指和食指以背部較緊地握住大（小)鼠的頸部皮膚，并作動物頭朝下傾的姿勢。右手用剪刀猛剪鼠頸，約1/2-4/5的頸部前剪斷，讓血自由滴入盛器。小鼠可采用約0.8～1.2ml;大鼠約5-10ml。

5.心臟采血

鼠類的心臟較小，且心率較快，心臟采血比較困難，故少用�；铙w采血方法與豚鼠相同。若做開胸一次死亡采血，先將動物作深麻醉，打開胸腔，暴露心臟，用針頭刺入右心室，吸取血液。小鼠約0.5-0.6ml；大鼠約0.8-1.2ml。

6.頸動靜脈采血

先將動物仰位固定，切開頸部皮膚，分離皮下結(jié)締組織，使頸靜脈充分暴露，可用注射器吸出血液。在氣管兩側(cè)分離出頸動脈，離心端結(jié)扎，向心端剪口將血滴入試管內(nèi)。

7.腹主動脈采血

最好先將動物麻醉，仰臥固定在手術(shù)架上，從腹正中線皮膚切開腹腔，使腹主動脈清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血�；蛴脽o齒鑷子剝離結(jié)締組織，夾住動脈近心端，用尖頭手術(shù)剪刀，剪斷動脈，使血液噴入盛器。

8.股動（靜)脈采血

先由助手握住動物，采血者左手拉直動物下肢，使靜脈充盈。或者以搏動為指標(biāo)，右手用注射器刺入血管。體重15-20g　小鼠采血約0.2-0.8ml，大鼠約0.4-0.6ml。

（二)豚鼠采血法

1.耳緣剪口采血

將耳消毒后，用銳器（刀或刀片)割破耳緣，在切口邊緣涂抹20%檸檬酸鈉溶液，阻止血凝，則血可自切口自動流出，進(jìn)入盛器。操作時，使耳充血效果較好。此法能采血0.5ml左右。

2.心臟采血

取血前應(yīng)探明心臟搏動最強部位，通常在胸骨左緣的正中，選心跳最顯的部位作穿刺。針頭宜稍細(xì)長些，以免發(fā)生手術(shù)后穿刺孔出血，其操作手法詳見兔心臟采血。因豚鼠身體較小，一般可不必將動物固定在解剖臺上，而可由助手握住前后肢進(jìn)行采血即可。成年豚鼠每周采血應(yīng)不超過10ml為宜。

3.肌動脈采血

將動脈仰位固定在手術(shù)臺上，剪去腹股溝區(qū)的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切開長約2-3cm的皮膚，使股動脈暴露及分離。然后，用鑷子提起股動脈，遠(yuǎn)端結(jié)扎，近端用止血鉗夾住，在動脈中央剪一小孔，用無菌玻璃小導(dǎo)管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放開止血鉗，血液即導(dǎo)管口流出。一次可采血10-20ml。

4.背中足靜脈取血

助手固定動物，將其右或左右膝關(guān)節(jié)伸直提到術(shù)者面前。術(shù)者將動物腳背面用酒精消毒，找出背中足靜脈后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射針刺入靜脈。拔針后立即出血，呈半球狀隆起。采血后，用紗布或脫脂棉壓迫止血。反復(fù)采血時，兩后肢交替使用。

（三)兔采血法

1.耳靜脈采血

本法為最常用的取血法之一，常作多次反復(fù)取血用，因此，保護(hù)耳緣靜脈，防止發(fā)生栓塞特別重要。

將兔放入僅露出頭部及兩耳的固定盒中，或由助手以手扶住。選耳靜脈清晰的耳朵，將耳靜脈部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指輕輕摩擦兔耳，使靜脈擴(kuò)張，用連有5（1/2)號針頭的注射器在耳緣靜脈末端刺破血管待血液漏出取血或?qū)⑨橆^逆血流方向刺入耳緣靜脈取血，取血完畢用棉球壓迫止血，此種采血法一次最多可采血5-10ml。

2.耳中央動脈采血

將兔置于兔固定筒內(nèi)，在兔耳的中央有一條較粗、顏色較鮮紅的中央動脈，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央動脈的末端，沿著動脈平行地向心方向刺入動脈，即可見動脈血進(jìn)入針筒，取血完畢后注意止血。此法一次抽血可達(dá)15ml。但抽血時應(yīng)注意，由于兔耳中央動脈容易發(fā)生痙攣性收縮，因此抽血前，必須先讓兔耳充分充血，當(dāng)動脈擴(kuò)張，未發(fā)生痙攣性收縮之前立即進(jìn)行抽血，如果等待時間過長，動脈經(jīng)常會發(fā)生較長時間的痙攣性收縮。取血用的針頭一般用6號針頭，不要太細(xì)。針刺部位從中央動脈末端開始。不要在近耳根部取血，因耳根部軟組織厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。

3.心臟取血

將家兔仰臥固定，在第三肋間胸骨左緣3毫米處注射針垂直刺入心臟，血液隨即進(jìn)入針管。注意事項有：⑴動作宜迅速，以縮短在心臟內(nèi)的留針時間和防止血液凝固；⑵如針頭已進(jìn)入心臟但抽不出血時，應(yīng)將針頭稍微后退一點。⑶在胸腔內(nèi)針頭不應(yīng)左右擺動以防止傷及心，肺、一次可取血20-25ml。

4.后肢脛部皮下靜脈取血

將兔仰臥固定于兔固定板上，或由一人將兔固定好。拔去脛部被毛，在脛部上端股部扎以橡皮管，則在脛部外側(cè)淺表皮下，可清楚見到皮下靜脈。用左手兩指固定好靜脈，右手取帶有5（1/2)號針頭的注射器內(nèi)皮下靜脈平行方向刺入血管，抽一下針?biāo)�，如血進(jìn)入注射器，表示針頭已刺入血管，即可取血。一次可取2～5ml。取完后必須用棉球壓迫取血部位止血，時間要略長些，因此處不易止血。如止血不妥，可造成皮下血腫，影響連續(xù)多次取血。

5.股靜脈、頸靜脈取血

先作股靜脈和頸靜脈暴露分離手術(shù)

⑴股靜脈取血　注射器平行于血管，從股靜脈下端向心方向刺入，徐徐抽動針?biāo)�即可取血。抽血完畢后要注意止血。股靜脈較易止血，用于紗布輕壓取血部位即可。若連續(xù)多次取血，取血部位宜盡量選擇靠離心端。

⑵外頸靜脈取血　注射器由近心端（距頸靜脈分支2-3厘米處)向頭側(cè)端順血管平等方向刺入，使注射針一直引深至頸靜脈分支叉處，即可取血。此處血管較粗，很容易取血，取血量也較多，一次可取10ml以上。取血完畢，拔出針頭，用干紗布輕輕壓迫取血部位也易止血。兔急性實驗的靜脈取血，用此法較方便。

（四)狗、貓采血法

1.后肢外側(cè)小隱靜脈和前肢內(nèi)側(cè)下頭靜脈采血

此法最常用，且方便。后肢外側(cè)小隱靜脈在后肢脛部下1/3的外側(cè)淺表的皮下，由前側(cè)方向后行走。抽血前，將狗固定在狗架上或使狗側(cè)臥，由助手將狗固定好。將抽血部位的毛剪去，碘酒一酒精消毒皮膚。采血者左手拇指和食指握緊剪毛區(qū)上部，使下肢靜脈充盈，右手用連有6號或7號針頭的消毒器迅速穿刺入靜脈，左手放松將針固定，以適當(dāng)速度抽血（以無氣泡為宜)�；�?qū)⒛z皮帶綁在狗股部，或由助手握緊股部，即可，若僅需少量血液，可以不用注射器抽取，只需用針頭直接刺入靜脈，待血從針孔自然滴出，放入盛器或作涂片。

采集前肢內(nèi)側(cè)皮下的頭靜脈血時，操作方法基本與上述相同。一只狗一般采10-20ml血并不困難。

2.股動脈采血

本法為采取狗動脈血最常用的方法。操作也較簡便。稍加以訓(xùn)練的狗，在清醒狀態(tài)下將狗臥位固定于狗解剖臺上。伸展后肢向外伸直，暴露腹肥肉溝三角動脈搏動的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股動脈跳動部位，并固定好血管，右手取連有5（1/2)號針頭的注射器，針頭由動脈跳動處直接刺入血管，若刺入動脈一般可見鮮紅血液流入注射器，有時還需微微轉(zhuǎn)動一下針頭或上下移動一下針頭，方見鮮血流入。有時，往往刺入靜脈，必須重抽之。待抽血完畢，迅速拔出針頭，用干藥棉壓迫止血2～3分鐘。

3.心臟采血

本法最好在麻醉下進(jìn)行，馴服的狗不麻醉也行。將固定在手術(shù)臺上，前肢向背側(cè)方向固定，暴露胸部，將左側(cè)第3-5肋間的被毛剪去，用碘酒-酒精消毒皮膚。采血者用左手觸摸左側(cè)3-5肋間處，選擇心跳最顯處穿刺。一般選擇胸骨左緣外1cm第4肋間處。取連有6（1/2)號針頭的注射器，由上述部位進(jìn)針，并向動物背側(cè)方向垂直刺入心臟。采血者可隨針接觸心跳的感覺，隨時調(diào)整刺入方向和濃度，擺動的角度盡量小，避免損傷心肌過重，或造成胸腔大出血。當(dāng)針頭正確刺入心臟時，血即可進(jìn)入抽射器，可抽取多量血液。

4.耳緣靜脈采血

本法宜取少量血液作血常規(guī)或微量酶活力檢查等。有訓(xùn)練的狗不必綁嘴，剪去耳尖部短毛，即可見耳緣靜脈，手法基本與兔相同。

5.頸靜脈

狗不需麻醉，經(jīng)訓(xùn)練的狗不需固定，未經(jīng)訓(xùn)練的狗應(yīng)予固定。取側(cè)臥位，剪去頸部被毛約10×3cm2范圍，用碘酒、酒精消毒皮膚。將狗頸部拉直，頭盡量后抑。用左手拇指壓住頸靜脈入胸部位的皮膚。使頸靜脈怒張，右手取連有6（1/2)號針頭的注射器。針頭沿血管平行方向向心端刺往前血管。由于此靜脈在皮下易滑動，針刺時除用左手固定好血管外，刺入要準(zhǔn)確。取血后注意壓迫止血。采用此法一次可取較多量的血。

貓的采血法基本與狗相同。常采用前肢皮下頭靜脈、后肢的股靜脈、耳緣靜脈取血。需大量血液時可從頸靜脈取血。方法見前述。

（五)猴采血法

與人類的采血法相似，常用者有以下幾種：

1.毛細(xì)血管采血　需血量少時，可在猴拇指或足跟等處采血。采血方法與人的手指或耳垂處的采血法相同。

2.靜脈采血　最宜部位是后肢皮下靜脈及外頸靜脈。后肢皮下靜脈的取血法與狗相似。

用外頸靜脈采血時，把猴固定在猴臺上，側(cè)臥，頭部略低于臺面，助手固定猴的頭部與肩部。先剪去頸部的毛，用碘酒-酒精消毒，即可見位于上頜角與鎖骨中點之間的怒張的外頸靜脈。用左手拇指按住靜脈，右手持連6（1/2)號針頭的注射器，其它操作與人的靜脈取血同。

也可在肘窩、腕骨、手背及足背選靜脈采血。但這些靜脈更細(xì)、易滑動、穿刺難，血流出速度慢。

3.動脈采血　股動脈可觸及。取血量多時常被優(yōu)先選用，手法與狗股動脈采血相似。此外，肱動脈與橈動脈也可用。

（六)羊的采血方法

常采用頸靜脈取血方法。也可在前后肢皮下靜脈取血。頸靜脈粗大，容易抽取，而且取血量較多，一般一次可抽取50-100ml。

將羊蹄捆縛，按倒在地，由助手用雙手握住羊下頜，向上固定住頭部。在頸部一側(cè)外緣剪毛約2寸范圍，碘酒、酒精消毒。用左手拇指按壓頸靜脈，使之怒張，右手取連用粗針頭的注射器沿靜脈一側(cè)以39度傾斜由頭端向心方向刺入血管，然后緩緩抽血至所需量。取血完畢，拔出針頭，采血部位以酒精棉球壓迫片刻，同時迅速將血液注入盛有玻璃珠的滅菌燒瓶內(nèi)，振蕩數(shù)分鐘，脫去纖維蛋白，防止凝血，或?qū)⒀�液直接注入裝有凝劑的燒瓶內(nèi)。

（七)雞、鴿、鴨的采血方法

雞和鴿常采用的取血方法，是從其翼根靜脈取血。如需抽取血時，可將動脈翅膀展開，露出腋窩，將羽毛拔去，即可見到明顯的翼根靜脈，此靜脈是由翼根進(jìn)入腋窩的一條較粗靜脈。有碘酒、酒精消毒皮膚。抽血時用左手拇指、食指壓迫此靜脈向心端，血管即怒張。右手取連有5（1/2)號針頭的注射器，針頭由翼根向翅膀方向沿靜脈平行刺入血管內(nèi)，即可抽血，一般一只成年動物可抽取10-20ml血液。也常采用右側(cè)頸靜脈取血。右側(cè)頸靜脈較左側(cè)粗，故用右側(cè)頸靜脈。以食指和中指按住頭的一側(cè)，用酒精棉球消毒右側(cè)頸靜脈的部位。以拇指輕壓頸根部以使靜脈充血。右手持注射器刺入靜脈取血。常采用取血法還有爪靜脈取血和心臟取血。在爪根部與爪中所見血管尖端之間切斷血管，以吸管或毛細(xì)胞直接取血。亦可將注射針刺入心臟內(nèi)取血。

十、急性動物實驗中常用的手術(shù)方法

急性動物實驗中常以血壓、呼吸等為指標(biāo)，以靜脈注射、放血等為實驗方法。需要曝露氣管、頸總動脈，頸外靜脈，股動脈，股靜脈，并做相應(yīng)的插管，以及分離迷走神經(jīng)，減壓神經(jīng)及股神經(jīng)等。因此手術(shù)主要頸部及股部進(jìn)行，現(xiàn)分述如下：

（一)兔、狗頸部手術(shù)

頸部手術(shù)的目的在于暴露氣管、頸部血管并作相應(yīng)的插管以及分離神經(jīng)等。頸部手術(shù)成敗的關(guān)鍵在于熟悉動物頸部及手術(shù)要領(lǐng)，防止損傷血管和神經(jīng)（圖11-19)現(xiàn)以兔為例，說明如下：

圖11-20　家兔頸部血管神經(jīng)解剖位置示意圖

1.家兔背位固定于兔臺上，頸部剪毛。

2.動物麻醉　一般作局部浸潤麻醉，在頸部正中線皮下注1%普魯卡因，亦可選用20%烏拉坦作全身麻醉。

3.氣管及頸部血管神經(jīng)分離術(shù)

⑴氣管暴露術(shù)：用手術(shù)刀沿頸部正中線從甲狀軟骨處向下靠近胸骨上緣作一切口（兔長約4～6cm，狗的長約10cm)；因兔頸部皮膚較松馳亦可用手術(shù)剪沿正中線剪開。切開皮膚后，以氣管為標(biāo)志從正中線用止血鉗鈍性分離正中的肌群和筋膜即可暴露氣管，分離食道與氣管，在氣管下穿過一條粗線備用。

⑵頸總動脈分離術(shù)：正中切開皮膚及皮下筋膜，暴露肌肉。將肌肉層與皮下組織分開。此時清楚可見在頸中部位有兩層肌肉。一層與氣管平行，復(fù)于氣管上，為胸骨舌骨肌。其上又有一層肌肉呈V字形走行向左右兩側(cè)分開。此層為胸鎖乳突肌。用鑷子輕輕夾住一側(cè)的胸鎖乳突肌，用止血鉗在兩層肌肉的交接處（即V形溝內(nèi))將它分開（注意，切勿在肌肉中分，以防出血)。在溝底部即可見到有搏動的頸總動鞘。用眼科鑷子（或紋式止血鉗)細(xì)心剝開鞘膜，避開鞘膜內(nèi)神經(jīng)，分離出長約3-4cm的頸總動脈，左其下穿兩根線備用。

頸動脈竇分離術(shù)：在剝離兩側(cè)頸總動脈基礎(chǔ)上，繼續(xù)小心地沿兩側(cè)上方深處剝離，直至頸總動脈分叉處膨大部分，即為頸動脈竇，剝離時勿損傷附近的血管神經(jīng)。

⑶頸部迷走、交感、減壓神經(jīng)分離術(shù)：于家兔頸部，在找到頸動脈鞘以后，將頸總動脈附近的結(jié)締組織薄膜鑷住，并輕拉向外側(cè)使薄膜張開，即可見薄膜上數(shù)條神經(jīng)，根據(jù)各條神經(jīng)的形態(tài)、位置和走向等特點來辨認(rèn)，迷走神經(jīng)最粗，外觀最白，位于頸總動脈外側(cè)，易于識別。交感神經(jīng)比迷走神經(jīng)細(xì)，位于頸總動脈的內(nèi)側(cè)，呈淺灰色；減壓神經(jīng)細(xì)如頭發(fā)，位于迷走神經(jīng)和交感神經(jīng)之間，在家兔為一獨立的神經(jīng)，沿交感神經(jīng)外側(cè)后行走，但在人、狗此神經(jīng)并不單獨行走，而是行走于迷走、交感干或迷走神經(jīng)中。將神經(jīng)細(xì)心分離出2-3cm長即可，然后各穿細(xì)線備用。

⑷頸外靜脈暴露術(shù)　頸外靜脈淺，位于頸部皮下，其屬支外腭靜脈和內(nèi)腭靜脈，頸部正中切口后，用手指從皮膚外將一側(cè)部組織頂起，在胸鎖突乳肌外緣，即可見很粗而明顯的頸外靜脈。仔細(xì)分離長約3-4cm的頸外靜脈，穿兩線備用。

4.氣管及頸部血管插管術(shù)

在前述分離術(shù)的基礎(chǔ)上，按需要選作下列插管術(shù)。

⑴氣管插管術(shù)：暴露氣管后在氣管中段，于兩軟骨環(huán)之間，剪開氣管口徑之半，在向頭端作一小縱切口呈倒“T”形。用鑷子夾住T形切口的一角，將適當(dāng)口徑的氣管套管由切口向心端插入氣管腔內(nèi)，用粗線扎緊，再將結(jié)扎線固定于“Y”形氣管插管分叉處，以防氣管套管脫出。

⑵頸總動脈插管術(shù)：頸總動脈主要用于測量頸動脈壓。為此，在插管前需使動物肝素化，并將口徑適宜的充滿抗凝液體（也可用生理鹽水)的動脈套管（也可用塑料管)準(zhǔn)備好，將頸總動脈離心端結(jié)扎線之間。插管時以左手拇指及中指拉住離心端結(jié)扎線頭，食指從血管背后輕扶血管。右手持銳利的眼科剪，使與血管呈45度角，在緊靠離心端結(jié)扎線處向心一剪，剪開動脈壁之周徑1/3左右（若重復(fù)數(shù)剪易造成切緣不齊，當(dāng)插管時易造成動脈內(nèi)膜內(nèi)卷或插入層間而失敗)，然后持動脈套管，以其尖端余面與動脈平均地向心方向插入動脈內(nèi)，用細(xì)線扎緊并在套管分叉處打結(jié)固定。最后將動脈套管作適當(dāng)固定，以保證測壓時血液進(jìn)出套管之通暢。

⑶頸外靜脈插管術(shù)：頸外靜脈可用于注射、輸液和中盡靜脈壓之測量。血管套管插入方法與股靜脈相似，現(xiàn)將用于中心靜脈壓測量的插和作一簡介：

在插管前先將兔肝素化，并將聯(lián)接靜脈壓檢壓計的細(xì)塑料管導(dǎo)管充盈含肝素之生理鹽水。在導(dǎo)管上作一長5-8cm的記號，導(dǎo)管準(zhǔn)備好后，先將靜脈遠(yuǎn)心端結(jié)扎，靠近結(jié)扎點的向心端作一剪口，將導(dǎo)管插入剪口，然后一邊拉結(jié)扎線頭使頸外靜脈與頸矢狀面、冠狀面各呈45度角，一邊輕柔地向心端緩慢插入，遇有阻抗即退回改變角度重插，切不可硬插（易插破靜脈進(jìn)入胸腔)一般達(dá)導(dǎo)管上記號為止，此時可達(dá)右心房入口處。若導(dǎo)管插管成功，則可見靜脈壓檢壓計水面或漂浮于中心靜脈壓數(shù)值附近隨呼吸而上下波動。

（二)兔、狗股部手術(shù)

股部手術(shù)目的在于分離股神經(jīng)、股動、靜脈及進(jìn)行股動、靜脈插管，以備放血、輸血輸液、注射藥物等用。狗肌部神經(jīng)、血管解剖特點見圖11-20。

圖11-20　狗股部神經(jīng)、血管解剖特點

狗、兔等動物手術(shù)方法基本相同�，F(xiàn)以兔為例其基本步驟如下：

1.動物背位固定于兔臺上，腹股溝部剪毛。

2.用手指觸摸股動脈搏動，辨明動脈走向，在該處作局部麻醉并作方向一致長約4-5cm的切口。用止血鉗小心分離肌肉及深部筋膜，便清楚地暴露出股三角區(qū)。骨三角區(qū)上界為鼠蹊韌帶，內(nèi)界為縫匠肌，外界為內(nèi)收長肌。肌動脈及神經(jīng)即由此三角區(qū)通過。股神經(jīng)位于外側(cè)，股靜脈位于內(nèi)側(cè)，肌動脈位于中間偏后。

3.用止血鉗細(xì)心將股神經(jīng)首先分出，然后分離股動、靜脈間的結(jié)締組織，清楚地暴露股靜脈，如作插管可分離出一段靜脈（約2-2.5cm)。穿兩根細(xì)線備用。再仔細(xì)分離股動脈，將股動脈與其部的組織分離開，長約2-2.5cm。切勿傷及股動脈分支。動脈下方穿兩根細(xì)線備用。

4.在動物行肝素化后作股動、靜脈插管。狗的血管粗大，插管較易。家兔血管細(xì)，插管較難；因此要細(xì)致耐心和掌握要領(lǐng)。

（1)股動脈插管術(shù)：于肌動脈近心端用動脈夾夾住，近心端用細(xì)線結(jié)扎，牽引此線在貼近遠(yuǎn)心端結(jié)扎處剪開血管向心插入動脈套針或塑料管，結(jié)扎固定后備放血或注射用。

（2)股靜脈插管術(shù)：股靜脈插管術(shù)，除不需用動脈夾外，基本與股動脈插管相同。但因靜脈于遠(yuǎn)心端結(jié)扎后靜脈塌陷呈細(xì)線狀，較難插管，因此可試用靜脈充盈插管法。即：在股靜脈近心端用血管夾夾�。ㄒ部捎镁�提起)，活動肢體使股靜脈充盈，股靜脈遠(yuǎn)心端結(jié)扎線打一活扣，待手術(shù)者剪口插入套針后，再由助手迅速結(jié)扎緊。

十一、實驗動物的急救措施

當(dāng)實驗進(jìn)行中因麻醉過量、大失血、過強的創(chuàng)傷、窒息等各種原因，而使動物血壓急劇下降甚至測不到。呼吸極慢而夫規(guī)則甚至呼吸停止、角膜反射消失等臨床死亡癥狀時，應(yīng)立即進(jìn)行急救。急救的方法可根據(jù)動物情況而定。對狗、兔、貓常用的急救措施有下面幾種。

（一)針刺

針刺人中穴對挽救家兔效果較好。對狗用每分鐘幾百次頻率的脈沖電刺激膈神經(jīng)效果較好。

（二)注射強心劑

可以靜脈注射0.1%腎上腺素1ml，必要時直接作心臟內(nèi)注射。腎上腺素具有增強心肌收縮力，使心肌收縮幅度增大與加速房室傳導(dǎo)速度、擴(kuò)張冠狀動脈、增強心肌供血、供氧及改善心肌代謝、刺激高位及低位心臟起搏點等作用。

當(dāng)動物注射腎上腺素后，如心臟已搏動但極為無力時，可從靜脈或心腔內(nèi)注射1%氯化鈣5ml。鈣離子可興奮心肌緊張力，而使心肌收縮加強，血壓上升。

（三)注射呼吸中樞興奮藥

可從靜脈注射山梗萊堿或尼可剎米。給藥劑量和藥理作用如下：

尼可剎米：每條動物一次注25%1ml。此藥可直接興奮延髓呼吸中樞，使呼吸加速加深；對血管運動中樞的興奮作用較弱。在動物抑制情況下作用更明顯。

山梗萊堿：每條動物一次可注入1%0.5ml。此藥可刺激頸動脈體的化學(xué)感受器，反射性地興奮呼吸中樞；同時此藥對呼吸中樞還有輕微的直接興奮作用。作為呼吸興奮藥，它比其他藥作用迅速而顯著。呼吸可迅速加深加快，血壓亦同時升高。

（四)動脈快速注射高滲葡萄糖液

一般常采用經(jīng)動物肌動脈逆血流加壓、快速、沖擊式的注入40%葡萄糖溶液。注射量根據(jù)動物而定，如狗可按2-3ml/kg體重計算。這樣可刺激動物血管內(nèi)感受器，反射性地引起血壓呼吸的改善。

（五)動脈快速輸血、輸液

在作失血性休克或死亡復(fù)活等實驗時采用�？稍趧游锕蓜用}插一軟塑料套管，連接加壓輸液裝置（血壓計連接輸液瓶上口，下口通過膠皮管連接塑料套管)。當(dāng)動物發(fā)生臨床死亡時，即可加壓（180-2000mmHg)快速從股動脈輸血和低分子右旋糖酐。如實驗前動物曾用肝素抗凝，由于微循環(huán)血管中始終保持通暢，不出現(xiàn)血管中血液凝固現(xiàn)象，因此就是動物出現(xiàn)臨床死亡后數(shù)分鐘，采用此種急救措施仍易救活。

（六)人工呼吸

可采用雙手壓迫動物胸廓進(jìn)行人工呼吸。如有電動人工呼吸器，可行氣管分離插管后，再連接人工呼吸器進(jìn)行人工呼吸。一旦見到動物自動呼吸恢復(fù)，即可停止人工呼吸。

有條件時，當(dāng)動物呼吸停止，而心搏極弱或剛停止時，可用5%CO₂和60%O₂的混合氣體進(jìn)行人工呼吸，效果更好。

采用人工呼吸器時，應(yīng)調(diào)整其容量：大鼠為50次/分鐘，每次8ml/kg(即400ml/kg/分鐘)；兔和貓為30次/分鐘，每次10ml/kg（即300ml/kg/分鐘)；犬為20次/分鐘，每次100ml/kg(即2000ml/kg/分鐘)。

十二、實驗動物的處死方法

（一)蛙類

常用金屬探針插入枕骨大孔，破壞腦脊椎的方法處死。將蛙用溫布包住，露出頭部，左手執(zhí)蛙，并且用食指按壓其頭部前端，拇指按壓背部，使頭前俯；右手持金屬探針由頭前端沿線向尾方刺觸，觸及凹陷處即枕骨大孔所在。將探針由凹陷處垂直刺入，刺破皮膚即入枕骨大孔。這時將探針尖端轉(zhuǎn)向頭方，向前探入顱腔，然后向各方攪動，以搗毀腦組織，如探針確在顱腔內(nèi)，實驗者可覺出針在四面皆壁的腔內(nèi)。腦組織搗毀后，將探針退出，再由枕骨大孔刺入，并轉(zhuǎn)向尾方，與脊柱平行刺入椎管，以破壞脊髓。腦和脊髓是否被完全破壞，可檢查動物四肢肌肉的緊張性是否完全消失。拔出探針后，用一小干棉球?qū)⑨樋锥伦�，以防止其出血�?/p>

操作過程中要防止毒腺分泌物射入實驗者眼內(nèi)。如被射入時，即需立即用生理鹽水沖洗眼睛。

（二)大鼠和小鼠

1.脊椎脫臼法

右手抓住鼠用力向后拉，同時左手拇指與食指用力向下按住鼠頭，將脊髓與腦髓拉斷，鼠便立即死亡。

2.斷頭法

實驗者戴上棉綠紗手套，用右手握住大鼠頭部，左手握住背部，露出頸部，助手用剪刀在鼠頸部將鼠頭剪掉。小鼠處死法相同。

3.擊打法

右zxtf.net.cn/yishi/手抓住鼠尾，提起，用力摔擊其頭部，鼠痙攣后立即死亡。用小木錘用力擊打鼠頭部也可致死。

4.急性大失血法

可采用鼠眼眶動脈和靜脈急性大量失血方法使鼠立即死亡。

5.化學(xué)致死法

吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳濃度為0.2-0.5%環(huán)境中即可致死。

皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠為0.76～2.0mg/kg體重，大鼠3.0-3.5ml/kg體重。氯化鉀處死大鼠劑量：25%溶液0.6ml/只靜脈注入。

（三)狗、貓、兔、豚鼠

1.空氣栓塞法

向動物靜脈內(nèi)注入一定量的空氣，使之發(fā)生栓塞而死。當(dāng)空氣注入靜脈后，可在右心隨著心臟的跳動使空氣與血液相混致血液成泡沫狀，隨血液循環(huán)到全身。如進(jìn)入肺動脈，可阻梗其分支，進(jìn)入心臟冠狀動脈，造成冠狀動脈阻塞，發(fā)生嚴(yán)重的血液循環(huán)障礙，動物很快致死。一般兔、貓等靜脈內(nèi)注入20-40ml空氣即可致死。每條狗由前肢或后肢皮下靜脈注入80～150ml空氣，可很快致死。

2.急性失血法

先使動物輕度麻醉，如狗可按每公斤體重靜脈注射硫噴妥納20-30mg，動物即很快入睡。暴露股三角區(qū)，用鋒利的殺狗刀在股三角區(qū)作一個約10cm的橫切口，把股動、靜脈全切斷，立即噴出血液。用一塊濕紗布不斷擦去股動脈切周圍處的血液和血凝塊，同時不斷的用自來水沖洗流血，使股動脈切口處保持暢通，動物3～5分鐘內(nèi)即可致死。采用此種方法，動物十分安靜，對臟器無損傷，對活殺采集病理切片標(biāo)本是一種較好的方法。

3.破壞延腦法

如果急性實驗后，腦已暴露，可用器具將延髓破壞，導(dǎo)致動物死亡。對家兔也可用木錘用力錘擊其后腦部，損壞延腦，造成死亡。

4.開放性氣胸法

將動物開胸，造成開放性氣胸。這時胸膜腔的壓力與大氣壓力相等，肺臟因受大氣壓縮發(fā)生肺萎陷，縱隔擺動，動物窒息而死。

5.化學(xué)藥物致死法

靜脈內(nèi)注入一定量的氯化鉀溶液，使動物心肌失去收縮能力，心臟急性擴(kuò)張，致心臟馳緩性停跳而死亡。每條成年兔由兔耳緣靜脈注入10％氯化鉀溶液5～10ml；每條成年狗由狗前肢或后肢下靜脈注入20～30ml。即可致死。

靜脈內(nèi)注入一定量的福爾馬林溶液，使血液內(nèi)蛋白凝固，動物由于全身血液循環(huán)嚴(yán)重障礙和缺氧而死。每條成年狗靜脈注入10%福爾馬林溶液20ml即可致死。也可將福爾馬林與酒精按一定比例配成動物致死液應(yīng)用。

皮下注射士的年致死：豚鼠劑量為3.0-4.4mg/kg體重，兔0.5-0.5mg/kg體重，狗0.3-0.42mg/kg體重，貓1.0-2.0mg/kg體重。

經(jīng)口或注年DDT致死；（LD50)：豚鼠：經(jīng)口0.4g/kg體重，皮下0.9g/kg體重。兔：經(jīng)口0.3g/kg體重，皮下0.25g/kg體重；靜脈0.043g/kg體重。狗：靜脈0.067g/kg體重。